Antiseptics for Preventing Surgical Site Infections

Jin Seo Lee

doi:10.14192/kjicp.2024.29.1.3

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Review Article

Korean J healthc assoc Infect Control Prev 2024; 29(1): 3-9

Published online June 30, 2024 https://doi.org/10.14192/kjicp.2024.29.1.3

Antiseptics for Preventing Surgical Site Infections

Jin Seo Lee

Department of Internal Medicine, Division of Infectious Disease, Kangdong Sacred Heart Hospital, Hallym University College of Medicine, Seoul, Korea

Correspondence to: Jin Seo Lee
E-mail: rem324@naver.com
ORCID: https://orcid.org/0000-0003-3913-6370

Received: November 7, 2023; Revised: December 7, 2023; Accepted: December 20, 2023

This is an Open Access article distributed under the terms of the Creative Commons Attribution Non-Commercial License (http://creativecommons.org/licenses/by-nc/4.0).

Abstract

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Abstract
INTRODUCTION
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CONCLUSION
References

Surgical-site infections (SSIs) are the most common healthcare-associated infections in patients undergoing surgery. Surgical site preparation to prevent SSI is aimed at reducing the number of microorganisms introduced into the operative sites. Antiseptics are used to remove transient bacteria and reduce the number of commensal organisms present on the skin. The most commonly used agents are chlorhexidine, povidone-iodine, and alcohol. All of these agents have broad-spectrum activity against various pathogens. Although each agent has its advantages and disadvantages, alcohol-based antiseptic solutions containing chlorhexidine are recommended in the available guidelines. Further well-designed studies are required to identify the best antiseptics for SSI prevention.

Keywords: Surgical wound infection, Chlorhexidine, Povidone-iodine, Alcohols

INTRODUCTION

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INTRODUCTION
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CONCLUSION
References

의료관련감염(Healthcare-associated infection, HCAI)은 통상적으로 환자가 입원한지 48시간 후에 발생하거나 퇴원 후 14일 이내, 수술 후 30일 이내에 발생하는 감염을 말한다[1]. 수술부위감염(Surgical Site Infection, SSI)은 수술을 시행한 환자들에게서 가장 많이 발생하는 HCAI중의 하나이고 수술종류에 따라 1%-20%에서 발생한다고 알려져 있다[2-4]. SSI는 입원환자에게 있어서 이환율과 치명율을 증가시키고[4,5] 많은 의료비용의 발생을 초래한다[4-6]. 이러한 SSI를 감소시키기 위하여 많은 노력이 기울여지고 있으며 피부 소독제의 사용은 그중 중요한 수술 전 처치이다. 피부에는 수많은 미생물들이 존재하고 있으며 이들은 세정이나 화장품, 옷 등 위협이 되는 환경에도 불구하고 안정적인 군집을 유지하고 있다[7]. 이러한 세균들은 평상시 머무르는 피부에 있을 때는 해가 되지 않으나 외과적 수술 등으로 방어막이 손상되면 병원균으로 작용할 수 있다[8]. 소독제는 이러한 피부의 세균들을 감소시키거나 제거하여 수술부위의 미생물 숫자를 줄이고 다시 회복되는 것을 억제하는 것을 목표로 한다[9]. 가장 흔하게 사용되는 소독제들은 클로르헥시딘(Chlorhexidine), 포비돈-아이오다인(Povidone iodine), 알코올(Alcohol) 등이 있고 트리클로산(Triclosan), 과산화수소(Hydrogen peroxide) 등도 사용되고 있다[10,11]. 이러한 피부 소독제들은 대부분 광범위 항균작용을 보이지만 각기 다른 특성을 지니고 있으며[9-11] 가장 효과가 좋은 소독제를 확인하기 위한 연구도 지속되고 있다. 이에 수술 전에 흔하게 사용되는 피부소독제들에 대해 알아보고 의료현장에서 수술부위감염의 감소에 도움이 되고자 한다.

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INTRODUCTION
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CONCLUSION
References

1. 클로르헥시딘

클로르헥시딘은 2가의 양이온성 biguanide 분자로 4개의 chlorophenyl링과 2개의 biguanide 그룹이 중앙의 hexamethylene bridge로 연결되어 있다[12]. 생물학적 활성은 양이온 분자가 미생물 외 복합체(extra-microbial complexes)와 음전하를 띤 미생물 세포벽에 결합하여 세포의 삼투 평형을 변화시키기 때문이며[13], 1950년대에 처음으로 항균효과가 기술되었다[14]. 클로르헥시딘은 낮은 농도에서는(0.02%-0.06%) 저분자량 물질, 특히 칼륨과 인이 누출되어 정균(bacteriostatic) 효과를 보이다가 높은 농도에서는(>0.12%) 박테리아 세포의 세포질의 침전 및/또는 응고로 인한 살균(bactericidal) 효과를 보이며[13,15], pH5.5-7.0에서 최적의 효과를 보이는 pH의존성을 보인다[13]. 곰팡이 균에서도 세포질의 변화를 일으켜 정균(fungistatic) 효과를 보이며[16] 세포벽이 약간의 장벽으로서의 역할을 한다[17]. 마이코박테리아(mycobacteria)는 클로르헥시딘이 외막을 투과하기 어려워서 내성을 나타낸다[18]. 이렇게 클로르헥시딘은 그람양성균, 그람음성균, 혐기성균, 곰팡이균, 원생동물(protozoa)에 광범위한 항균력을 보이며[10,13,19] 일부 바이러스들에 활성을 보이지만[13] 외피가 없는 바이러스나 아포를 형성하는 세균에 대한 활성은 떨어진다[20-23]. 클로르헥시딘은 고농도 유기물이 있는 환경에서도 항균력을 유지한다[24]. 클로르헥시딘 감수성 검사에 대한 표준화된 검사법은 확립되어 있지 않지만 한천배지 희석법(agar dilution), 시간-살균 곡선(time-kill) 등 다양한 방법으로 표현형 검사를 시도하고 있다[10]. 감수성 변화에 대한 정확한 자료는 얻기 어렵고 연구마다 다른 결과들을 보고하고 있다. 미국에서 methicillin resistant Staphylococcus aureus (MRSA)균주들을 대상으로 한 연구에서는 1.6%만이 내성을 보였고 클로르헥시딘의 광범위한 사용과 이로 인한 내성 출현과의 연관성을 확인하지 못했다[25]. 국내에서도 2008년에서 2016년 사이 중환자실에서 클로르헥시딘 목욕치료(chlorhexidine bathing treatment)를 적용하기 전-후 동정된 staphylococci들을 대상으로 클로르헥시딘에 대한 MIC와 MBC를 측정하였으나 변화는 없었고 내성발현과 연관된 유전자 출현의 변화도 없어서 클로르헥시딘의 증가된 사용이 내성증가를 유발하지 않는다고 보고하였다[26]. 반면에 대만의 연구에서는 MRSA의 클로르헥시딘에 대한 내성이 1990 1.7%에서 2005년 46.7%까지 증가하는 결과를 보고하였다[27]. 최근의 리뷰논문에서는 지난 수십 년간 Pseudomonas aeruginosa와 Acinetobacter baumannii에서는 내성이 약간 증가하는 양상을 보였으나 Escherichia coli, Enterococcus faecalis, Staphylococcus epidermidis, S. aureus, Candida albicans 등에서는 내성이 별로 증가하지 않았다[28]. 이러한 내성의 기전으로는 세포막의 배출펌프(efflux pump)가 가장 많이 연구되었고 일부 그람음성균에서 CepA단백질과 그람양성균에서 QacA 단백질이 연관되어 있는 것으로 알려졌다[29].

2. 포비돈-아이오다인

요오드(iodine)는 180여 년 전부터 소독효과가 있는 것으로 알려져 왔지만 피부자극과 착색, 안정성의 문제로 사용이 제한되어 오다가 1950년대에 안정적으로 요오드를 배출하는 수용성 물질인 포비돈-아이오다인(povidone-iodine)이 개발되면서 광범위하게 사용되게 되었다[30]. 포비돈은 자유 요오드(free iodine)를 방출할 수 있게 하는 수용성 전달체로서 역할을 하고 지용성 세포막에 친화력을 보여 요오드가 목표 미생물의 세포막 가까이에서 방출되도록 한다[31]. 정확한 기전이 모두 밝혀지지는 않았지만 세포 안에서 요오드는 세포막을 손상시키고 단백질들과 핵산을 공격하여 세포를 사멸시키는 것으로 알려져 있다[31,32]. 포비돈-아이오다인은 매우 광범위한 항균작용을 하여 다제내성균을 포함한 그람양성균, 그람음성균, 마이코박테리아, 곰팡이균, 원생동물에 항균력을 보여준다[33,34]. 외피가 있거나 없는 바이러스들에 대해서도 효과를 보이며[35,36] 일부 세균성 아포에도 노출시간에 따라 활성을 보인다[37,38]. 세균과 곰팡이균에 의한 바이오필름(biofilm)에도 효과를 보인다는 연구들도 있다[37,39,40]. 포비돈-아이오다인에 대한 표준화된 감수성 검사도 클로르헥시딘과 마찬가지로 확립되어 있지는 않지만 오랜 세월 동안 광범위한 사용에도 불구하고 아직까지 포비돈-아이오다인에 대한 내성은 보고되지 않고 있다[41].

3. 알코올

알코올은 광범위하게 사용되고 있는 소독제이며 단독으로 사용되거나 클로르헥시딘과 같은 다른 소독제와 함께 사용되어 지기도 한다[42]. 다양한 알코올 제재들이 있으며 에탄올(ethyl alcohol), 이소프로파놀(isopropyl alcohol), n-프로파놀(n-propanol) 등[11]이 있고 우리나라에서는 주로 에탄올과 이소프로파놀이 사용되고 있다. 에탄올과 이소프로파놀은 모두 효과적인 소독제이며[43] 이소프로파놀이 세균에, 에탄올이 바이러스에 약간 더 효능이 좋다고도 알려져 있으나[11] 각 소독제의 농도와 미생물 종류에 따라 다를 수 있다. 이상적인 살균작용을 위한 알코올의 농도는 60%-95% 사이로 알려져 있고 순수한 알코올은 오히려 효과가 떨어지며 이는 수분이 없으면 단백질이 쉽게 분해되지 않기 때문이다[44]. 알코올에 의한 항균작용의 정확한 기전은 알려져 있지 않지만 단백질 변성과 리보솜과 RNA polymerase에 영향을 끼쳐서 mRNA와 단백질 합성을 억제하여 세포 융해를 일으키는 것으로 추정된다[11,45]. 알코올에 대해서도 표준화된 감수성 검사는 없지만 임상적으로 의미있는 staphylococci나 streptococci와 같은 세균에 대한 내성은 보고되지 않았다[10]. 하지만 알코올 손세정제에서 세균의 오염이 보고되기도 하여[46] 향후 내성균주 발생에 대한 주의를 기울일 필요가 있다.

4. 과산화수소

과산화수소(hydrogen peroxide, H₂O₂)는 200여 년 전 발견된 이래 광범위하게 사용되어져 왔으며 3%-90%까지 다양한 제품들이 시중에 있으나 피부소독제로 주로 쓰이는 농도는 3%-6%이다[10,11]. 자세한 기전은 완전히 알려지지는 않았지만 과산화수소는 세포 내에서 산화제로 작용하여 수산화 자유 라디칼(hydroxyl free radical)을 생성하여 단백질, 지질, DNA 등을 공격하여 세포에 산화적 손상(oxidative damage)을 주는 것으로 알려져 있다[10,11]. 세균과 바이러스, 곰팡이, 원형동물과 세균성 아포까지 광범위한 작용범위를 가지며[47,48] 보통 그람음성균보다 그람양성균에 대해 더 큰 활성을 가지는 것으로 보인다[11]. 표준화된 감수성검사가 확립되지 않았으나 임상적으로 의미있는 내성이 따로 보고되지는 않은 것으로 보인다[10]. 하지만 catalase라고 하는 효소를 생성하는 세균들에 있어서 저항성들이 일부 보고되고 있으며 S.aureus, E.faecalis, A.baumannii 등에서 특정 형질의 catalase생성과 연관되어 있다[49-51].

5. 임상적 적용

임상현장에서 위의 소독제들을 단독 혹은 병합으로 사용하여 수술부위감염에 대한 효과를 비교한 많은 연구들이 있으며 이를 토대로 한 각종지침들도 있다. WHO에서는 수술부위감염 예방을 위한 지침에서 알코올을 기반으로 한 클로르헥시딘 제재를 권고하고 있다[52]. 미국 질병관리통제센터에서는 단순하게 알코올기반 소독제를 권고하고 있고[53], 미국 의료역학학회/감염학회/감염관리및역학전문가협회/병원협회(SHEA/IDSA/APIC/AHA) 지침에서도 알코올과 함께 클로르헥시딘 또는 포비돈-아이오다인을 병합해서 사용하도록 권고하고 있다[54]. 영국 국립보건임상연구소(National Institute for Health and Care Excellence, NICE)에서는 알코올기반 클로르헥시딘 제재를 일차적으로 권고하고 있으며(0.5% 클로르헥시딘/70% 알코올: 경미한 외과적 시술, 2.0% 클로르헥시딘/ 70% 알코올: 침습적 의학적 시술), 수술부위가 점막 옆일 경우 클로르헥시딘 수용액(4.0% 수용성 클로르헥시딘) 사용을 권고한다. 클로르헥시딘 사용이 금기일 경우에는 알코올기반 포비돈-아이오다인을 권고하며 이마저도 여의치 않을 때는 포비돈-아이오다인 수용액을 권고하고 있다[55]. 국내 의료관련감염 표준예방지침에서도 금기가 아니라면, 수술 전 환자 피부소독을 위해 알코올기반 클로르헥시딘을 사용을 권고하고 있으며 사용할 수 없는 경우 포비돈-아이오다인 사용을 권고한다[56]. 수술 전 피부소독제 사용에 대해서는 많은 무작위 배정 임상시험(Randomized Controlled Trials, RCT) 연구들과 메타분석(meta-analysis)들이 있으며 주로 알코올, 클로르헥시딘, 포비돈-아이오다인의 수술부위 감염예방 효과에 대해 각각 혹은 병합효과에 대해서 비교를 하였고 특히 클로르헥시딘과 포비돈-아이오다인의 효과비교에 대해 연구가 집중되었다. 클로르헥시딘의 효과를 증명한 연구들로 2020년 코크란 리뷰(Cochrane review)를 통해 발표된 제왕절개를 한 여성 6,916명을 대상으로 한 13개의 RCT를 분석한 메타분석 연구가 있다[57]. 하위분석에서 2,663명 4개의 RCT 데이터를 분석한 결과 저자는 알코올 기반 클로르헥시딘을 사용한 수술 부위 준비가 알코올기반 포비돈-아이오다인을 사용한 수술 부위 준비보다 감염률이 더 낮다고 결론지었다(RR, 0.62; 95% CI, 0.45-0.87; P=0.005) [57]. 29,000명 이상의 대상자를 포함한 30개의 연구(20개의 RCT포함)에 대한 메타분석에서도 클로르헥시딘이 포비돈-아이오다인보다 수술부위감염을 예방하는 데 더 효과적이었고(RR, 0.65; 95% CI, 0.55-0.77; P<0.00001), 특히 청결-오염수술에서(RR, 0.58; 95% CI, 0.47-0.73; P<0.00001) 청결수술보다(RR, 0.81; 95% CI, 0.67-0.98; P=0.03) 더 효과적이었다[58]. 소독제의 종류와 농도에 따른 효과의 차이를 확인하기 위해 수행된 메타분석에서 27개의 연구에 포함된 17,735명의 환자에게서 보고된 2,144건의 수술부위감염(감염률 12.1%)을 분석한 결과 2.0-2.5% 농도의 알코올기반 클로르헥시딘(RR, 0.75; 95% CI 0.61-0.92)만이 포비돈-아이오다인 수용액보다 의미 있게 수술부위감염을 낮추었고 청결수술에서는 클로르헥시딘의 농도에 따른 차이를 보이지 않았다[59]. 하지만 최근에 942개의 연구를 검토해서 이중에 4개의 수준 높은 RCT만을 대상으로 한 메타분석에서(7,467명 포함) 알코올기반 클로르헥시딘과 포비돈-아이오다인 수용액간에 수술 후 감염 발생률이 차이를 보이지 않았다(OR, 0.84; 95% CI, 0.65-1.06 P=0.21) [60]. 심장수술을 시행한 15,000명 이상의 대상자를 포함한 14개의 연구(5개의 RCT 포함)에 대한 메타분석에서는 클로르헥시딘이 대조군에 비해 표재성 수술부위감염을 예방하는 효과를 보였지만(OR, 0.42; 95% CI, 0.26-0.70; P=0.001) 심부수술부위 감염에는 예방효과를 보이지 않았다(OR, 0.79; 95% CI, 0.40-1.58; P=0.509) [61,62]. 이러한 소독제들은 비교적 안전하게 사용할 수 있으나 가능한 이상반응들로 포비돈-아이오다인은 신생아에게 결막염을 일으킬 수 있다는 보고가 있고[61,62] 클로르헥시딘도 드물게 접촉성 피부염을 유발할 수 있다는 보고가 있다[63]. 그러나 소독제들의 이상반응을 분석한 한 메타분석에서 10개의 RCT 중 5개는 보고된 이상반응이 없었고 5개의 연구에서는 경증의 발적, 가려움증, 피부염, 알러지 정도가 보고되었고 소독제 사이에 차이는 없었다[59]. 알코올기반 제제의 경우 또 하나의 드물게 우려되는 이상반응으로 화재의 위험성이 있으며[64] 이를 막기 위해 용액이 고이지 않도록 하고 피부에 도포 후에는 완전히 마르도록 한다[9]. 한편 소독제의 오염으로 인한 유행의 발생이 보고되기도 했는데 알코올의 경우 제조과정의 오염으로 인한 Bacillus cereus 가성유행[65]이 있었고 클로르헥시딘의 오염에 의한 Serratia marcescens 유행이 보고된 바도 있으며[66] 국내에서도 제조사에 의한 클로르헥시딘 오염으로 인해 Burkholderia cepacia complex 가성균혈증이 집단으로 보고된 사례[67]와 병원에서 오염된 희석수로 클로르헥시딘 용액을 제조하면서 Burkholderia cenocepacia 유행이 발생된 사례들이 있다[68]. 포비돈-아이오다인의 제조과정에서 오염으로 인한 B. cepacian 감염과 가성감염이 보고되기도 하였다[69].

CONCLUSION

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INTRODUCTION
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CONCLUSION
References

수술부위감염을 예방하기 위해 수술 시에 많은 소독제들이 사용되어 왔으며 소독제들 사이에 효과의 차이를 보인 연구도 있고 그렇지 않은 연구도 있다. 현재까지 보고된 무작위 배정 임상시험 연구들과 메타분석 연구들에 근거하여 많은 지침들에서 알코올기반 클로르헥시딘을 우선적으로 권고를 하고 있다. 추후 국내에서도 추가적인 연구가 필요해 보인다.

References

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CONCLUSION
References

Cardoso T, Almeida M, Friedman ND, Aragão I, Costa-Pereira A, Sarmento AE, et al. Classification of healthcare-associated infection: a systematic review 10 years after the first proposal. BMC Med 2014;12:40.
Burke JP. Infection control - a problem for patient safety. N Engl J Med 2003;348:651-6.
Horan TC, Culver DH, Gaynes RP, Jarvis WR, Edwards JR, Reid CR. Nosocomial infections in surgical patients in the United States, January 1986-June 1992. National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS) system. Infect Control Hosp Epidemiol 1993;14:73-80.
de Lissovoy G, Fraeman K, Hutchins V, Murphy D, Song D, Vaughn BB. Surgical site infection: incidence and impact on hospital utilization and treatment costs. Am J Infect Control 2009;37:387-97.
Kirkland KB, Briggs JP, Trivette SL, Wilkinson WE, Sexton DJ. The impact of surgical-site infections in the 1990s: attributable mortality, excess length of hospitalization, and extra costs. Infect Control Hosp Epidemiol 1999;20:725-30.
Jenney AW, Harrington GA, Russo PL, Spelman DW. Cost of surgical site infections following coronary artery bypass surgery. ANZ J Surg 2001;71:662-4.
Oh J, Byrd AL, Park M, Kong HH, Segre JA; NISC Comparative Sequencing Program. Temporal stability of the human skin microbiome. Cell 2016;165:854-66.
Claesen J. Topical antiseptics and the skin microbiota. J Invest Dermatol 2018;138:2106-7.
Privitera GP, Costa AL, Brusaferro S, Chirletti P, Crosasso P, Massimetti G, et al. Skin antisepsis with chlorhexidine versus iodine for the prevention of surgical site infection: a systematic review and meta-analysis. Am J Infect Control 2017;45:180-9.
Williamson DA, Carter GP, Howden BP. Current and emerging topical antibacterials and antiseptics: agents, action, and resistance patterns. Clin Microbiol Rev 2017;30:827-60.
McDonnell G, Russell AD. Antiseptics and disinfectants: activity, action, and resistance. Clin Microbiol Rev 1999;12:147-79.
Greenstein G, Berman C, Jaffin R. Chlorhexidine. An adjunct to periodontal therapy. J Periodontol 1986;57:370-7.
Gomes BP, Vianna ME, Zaia AA, Almeida JF, Souza-Filho FJ, Ferraz CC. Chlorhexidine in endodontics. Braz Dent J 2013;24:89-102.
Davies GE, Francis J, Martin AR, Rose FL, Swain G. 1:6-Di-4'-chlorophenyldiguanidohexane (hibitane). Laboratory investigation of a new antibacterial agent of high potency. Br J Pharmacol Chemother 1954;9:192-6.
Jenkins S, Addy M, Wade W. The mechanism of action of chlorhexidine. A study of plaque growth on enamel inserts in vivo. J Clin Periodontol 1988;15:415-24.
Bobichon H, Bouchet P. Action of chlorhexidine on budding Candida albicans: scanning and transmission electron microscopic study. Mycopathologia 1987;100:27-35.
Hiom SJ, Furr JR, Russell AD, Hann AC. The possible role of yeast cell walls in modifying cellular response to chlorhexidine diacetate. Cytobios 1996;86:123-35.
Best M, Sattar SA, Springthorpe VS, Kennedy ME. Efficacies of selected disinfectants against Mycobacterium tuberculosis. J Clin Microbiol 1990;28:2234-9.
Günther F, Kaiser SJ, Fries T, Frank U, Mutters NT. Susceptibility of multidrug resistant clinical pathogens to a chlorhexidine formulation. J Prev Med Hyg 2015;56:E176-9.
Russell AD. Bacterial spores and chemical sporicidal agents. Clin Microbiol Rev 1990;3:99-119.
Springthorpe VS, Grenier JL, Lloyd-Evans N, Sattar SA. Chemical disinfection of human rotaviruses: efficacy of commercially-available products in suspension tests. J Hyg (Lond) 1986;97:139-61.
Mbithi JN, Springthorpe VS, Sattar SA. Chemical disinfection of hepatitis A virus on environmental surfaces. Appl Environ Microbiol 1990;56:3601-4.
Best M, Springthorpe VS, Sattar SA. Feasibility of a combined carrier test for disinfectants: studies with a mixture of five types of microorganisms. Am J Infect Control 1994;22:152-62.
Gélinas P, Goulet J. Neutralization of the activity of eight disinfectants by organic matter. J Appl Bacteriol 1983;54:243-7.
Schlett CD, Millar EV, Crawford KB, Cui T, Lanier JB, Tribble DR, et al. Prevalence of chlorhexidine-resistant methicillin-resistant Staphylococcus aureus following prolonged exposure. Antimicrob Agents Chemother 2014;58:4404-10.
Jun KI, Choi Y, Kwon K, Shin MJ, Park JS, Song KH, et al. Chlorhexidine sensitivity in staphylococci isolated from patients with central line-associated bloodstream infection. J Hosp Infect 2019;103:276-9.
Wang JT, Sheng WH, Wang JL, Chen D, Chen ML, Chen YC, et al. Longitudinal analysis of chlorhexidine susceptibilities of nosocomial methicillin-resistant Staphylococcus aureus isolates at a teaching hospital in Taiwan. J Antimicrob Chemother 2008;62:514-7.
Buxser S. Has resistance to chlorhexidine increased among clinically-relevant bacteria? A systematic review of time course and subpopulation data. PLoS One 2021;16:e0256336.
Poole K. Efflux-mediated antimicrobial resistance. J Antimicrob Chemother 2005;56:20-51.
Durani P, Leaper D. Povidone-iodine: use in hand disinfection, skin preparation and antiseptic irrigation. Int Wound J 2008;5:376-87.
Zamora JL. Chemical and microbiologic characteristics and toxicity of povidone-iodine solutions. Am J Surg 1986;151:400-6.
Apostolov K. The effects of iodine on the biological activities of myxoviruses. J Hyg (Lond) 1980;84:381-8.
Kunisada T, Yamada K, Oda S, Hara O. Investigation on the efficacy of povidone-iodine against antiseptic-resistant species. Dermatology 1997;195 Suppl 2:14-8.
Yasuda T, Yoshimura Y, Takada H, Kawaguchi S, Ito M, Yamazaki F, et al. Comparison of bactericidal effects of commonly used antiseptics against pathogens causing nosocomial infections. Part 2. Dermatology 1997;195 Suppl 2(Suppl 2):19-28.
Kawana R, Kitamura T, Nakagomi O, Matsumoto I, Arita M, Yoshihara N, et al. Inactivation of human viruses by povidone-iodine in comparison with other antiseptics. Dermatology 1997;195 Suppl 2:29-35.
Wutzler P, Sauerbrei A, Klöcking R, Brögmann B, Reimer K. Virucidal activity and cytotoxicity of the liposomal formulation of povidone-iodine. Antiviral Res 2002;54:89-97.
Lepelletier D, Maillard JY, Pozzetto B, Simon A. Povidone iodine: properties, mechanisms of action, and role in infection control and Staphylococcus aureus decolonization. Antimicrob Agents Chemother 2020;64:e00682-20.
Tennen R, Setlow B, Davis KL, Loshon CA, Setlow P. Mechanisms of killing of spores of Bacillus subtilis by iodine, glutaraldehyde and nitrous acid. J Appl Microbiol 2000;89:330-8.
Hoekstra MJ, Westgate SJ, Mueller S. Povidone-iodine ointment demonstrates in vitro efficacy against biofilm formation. Int Wound J 2017;14:172-9.
Johani K, Malone M, Jensen SO, Dickson HG, Gosbell IB, Hu H, et al. Evaluation of short exposure times of antimicrobial wound solutions against microbial biofilms: from in vitro to in vivo. J Antimicrob Chemother 2018;73:494-502.
Bigliardi PL, Alsagoff SAL, El-Kafrawi HY, Pyon JK, Wa CTC, Villa MA. Povidone iodine in wound healing: a review of current concepts and practices. Int J Surg 2017;44:260-8.
Kiyoyama T, Tokuda Y, Shiiki S, Hachiman T, Shimasaki T, Endo K. Isopropyl alcohol compared with isopropyl alcohol plus povidone-iodine as skin preparation for prevention of blood culture contamination. J Clin Microbiol 2009;47:54-8.
Nzekwe IT, Agwuka OI, Okezie MU, Fasheun DO, Nnamani PO, Agubata CO. Designing an ideal alcohol-based hand sanitizer: in vitro antibacterial responses of ethanol and isopropyl alcohol solutions to changing composition. AAPS Open 2021;7:5.
Gold NA, Mirza TM, Avva U. StatPearls. In: . Treasure Island (FL); StatPearls Publishing, 2023.
Haft RJ, Keating DH, Schwaegler T, Schwalbach MS, Vinokur J, Tremaine M, et al. Correcting direct effects of ethanol on translation and transcription machinery confers ethanol tolerance in bacteria. Proc Natl Acad Sci U S A 2014;111:E2576-85.
Yeung YWS, Ma Y, Liu SY, Pun WH, Chua SL. Prevalence of alcohol-tolerant and antibiotic-resistant bacterial pathogens on public hand sanitizer dispensers. J Hosp Infect 2022;127:26-33.
Omidbakhsh N, Sattar SA. Broad-spectrum microbicidal activity, toxicologic assessment, and materials compatibility of a new generation of accelerated hydrogen peroxide-based environmental surface disinfectant. Am J Infect Control 2006;34:251-7.
Barbut F, Menuet D, Verachten M, Girou E. Comparison of the efficacy of a hydrogen peroxide dry-mist disinfection system and sodium hypochlorite solution for eradication of Clostridium difficile spores. Infect Control Hosp Epidemiol 2009;30:507-14.
Painter KL, Strange E, Parkhill J, Bamford KB, Armstrong-James D, Edwards AM. Staphylococcus aureus adapts to oxidative stress by producing H2O2-resistant small-colony variants via the SOS response. Infect Immun 2015;83:1830-44.
Baureder M, Reimann R, Hederstedt L. Contribution of catalase to hydrogen peroxide resistance in Enterococcus faecalis. FEMS Microbiol Lett 2012;331:160-4.
Sun D, Crowell SA, Harding CM, De Silva PM, Harrison A, Fernando DM, et al. KatG and KatE confer Acinetobacter resistance to hydrogen peroxide but sensitize bacteria to killing by phagocytic respiratory burst. Life Sci 2016;148:31-40.
World Health Organization (WHO). Global guidelines for the prevention of surgical site infection. 2nd ed, Geneva; WHO, 2018:87-91.
Berríos-Torres SI, Umscheid CA, Bratzler DW, Leas B, Stone EC, Kelz RR, et al; Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee. Centers for disease control and prevention guideline for the prevention of surgical site infection, 2017. JAMA Surg 2017;152:784-91.
Calderwood MS, Anderson DJ, Bratzler DW, Dellinger EP, Garcia-Houchins S, Maragakis LL, et al. Strategies to prevent surgical site infections in acute-care hospitals: 2022 update. Infect Control Hosp Epidemiol 2023;44:695-720.
National Institute for Health. Surgical site infections: prevention and treatment. London; NICE, 2020:31.
Korea Disease Control. Guidelines for prevention and control of Healthcare associated infections. Chungbuk; KDCA, 2017:263-4.
Hadiati DR, Hakimi M, Nurdiati DS, Masuzawa Y, da Silva Lopes K, Ota E. Skin preparation for preventing infection following caesarean section. Cochrane Database Syst Rev 2020;6:CD007462.
Chen S, Chen JW, Guo B, Xu CC. Preoperative antisepsis with chlorhexidine versus povidone-iodine for the prevention of surgical site infection: a systematic review and meta-analysis. World J Surg 2020;44:1412-24.
Jalalzadeh H, Groenen H, Buis DR, Dreissen YE, Goosen JH, Ijpma FF, et al. Efficacy of different preoperative skin antiseptics on the incidence of surgical site infections: a systematic review, GRADE assessment, and network meta-analysis. Lancet Microbe 2022;3:e762-71.
National Institute of Health Research Unit on Global Surgery. Alcoholic chlorhexidine skin preparation or triclosan-coated sutures to reduce surgical site infection: a systematic review and meta-analysis of high-quality randomised controlled trials. Lancet Infect Dis 2022;22:1242-51.
Scott WJ, Eck CD. Povidone-iodine and ophthalmia neonatorum. Ophthalmology 2012;119:653-4. author reply 654.
David M, Rumelt S, Weintraub Z. Efficacy comparison between povidone iodine 2.5% and tetracycline 1% in prevention of ophthalmia neonatorum. Ophthalmology 2011;118:1454-8.
Chapman AK, Aucott SW, Milstone AM. Safety of chlorhexidine gluconate used for skin antisepsis in the preterm infant. J Perinatol 2012;32:4-9.
Barker SJ, Polson JS. Fire in the operating room: a case report and laboratory study. Anesth Analg 2001;93:960-5.
Hsueh PR, Teng LJ, Yang PC, Pan HL, Ho SW, Luh KT. Nosocomial pseudoepidemic caused by Bacillus cereus traced to contaminated ethyl alcohol from a liquor factory. J Clin Microbiol 1999;37:2280-4.
Vigeant P, Loo VG, Bertrand C, Dixon C, Hollis R, Pfaller MA, et al. An outbreak of Serratia marcescens infections related to contaminated chlorhexidine. Infect Control Hosp Epidemiol 1998;19:791-4.
Ko S, An HS, Bang JH, Park SW. An outbreak of Burkholderia cepacia complex pseudobacteremia associated with intrinsically contaminated commercial 0.5% chlorhexidine solution. Am J Infect Control 2015;43:266-8.
Lee S, Han SW, Kim G, Song DY, Lee JC, Kwon KT. An outbreak of Burkholderia cenocepacia associated with contaminated chlorhexidine solutions prepared in the hospital. Am J Infect Control 2013;41:e93-6.
Panlilio AL, Beck-Sague CM, Siegel JD, Anderson RL, Yetts SY, Clark NC, et al. Infections and pseudoinfections due to povidone-iodine solution contaminated with Pseudomonas cepacia. Clin Infect Dis 1992;14:1078-83.