Candida auris는 2009년 최초로 보고된 효모균으로 의료관련감염을 자주 유발한다[1-7]. C. auris에 의한 병원내 집단감염 또는 침습성 감염은 지난 10년간 유럽, 아프리카, 북미 및 남미, 아시아의 35개국 이상에서 보고되었다[3-10]. C. auris는 현재 사용중인 여러 항진균제에 다제내성을 보이며 병원 환경 표면에서 장기간 생존할 수 있다[4,7,11-13]. C. auris에 의한 감염 위험요인은 다른 칸디다종과 유사하나 환자 간에 빠른 전파가 가능하며, 감염된 환자의 사망률은 23-67%로 보고되었다[14-21]. C. auris에 의한 심각한 병원내 집단 감염을 관리하기 위해 미국질병통제예방센터(Centers for Disease Control and Prevention, 미국 CDC), 영국공중보건국(Public Health England), 유럽 질병예방통제센터(European Centre for Disease Prevention and Control) 등에서는 다제내성 세균의 감염관리 방침을 기반으로 C. auris 감염 관리 및 예방을 위한 가이드라인을 발표하였다[22-25]. 국내에서는 C. auris에 의한 침습성 감염의 집단발병은 아직 보고된 바 없으나, 산발적 칸디다혈증의 사례는 보고되고 있다[1,8,26,27]. 현재 국내에서 검출된 C. auris 균주는 국외 균주와 유전학적 및 임상적 특성이 다르다고 알려져 있지만 지속적인 C. auris에 대한 감시 및 관리가 필요한 상황이다[26,28]. 또한 국제교류가 활발함에 비추어 추후 해외 유입 균주에 의한 병원내 집단감염 및 대규모 침습성 감염 가능성도 배재할 수 없다. 여기에서는 현재까지 국내외에서 발표된 C. auris 감염 관리 및 예방을 위한 가이드라인 및 관련 연구들을 기반으로 C. auris의 국내외 현황과 감염 관리 방안에 대해 살펴보고자 한다.

C. auris는 2009년 일본(1명)과 우리나라(15명) 환자의 귀 분비물에서 분리되어 최초로 보고되었다[1,2]. 이어 2011년 칸디다혈증을 유발한 3예가 우리나라에서 보고되어 이 균이 인체감염을 유발할 수 있음이 최초로 밝혀졌다[8]. 특히 3예 중 1예의 원인균은 1996년에 혈액에서 분리되었으나 균종이 확인되지 않았던 균주로서 염기서열분석을 통해 C. auris로 확인되어 이 균주가 세계최초로 확인된 C. auris로 여겨지고 있다. 이어서 2013년과 2014년에 인도의 3개 병원에서 다제내성 클론성 C. auris에 의한 칸디다혈증과 심부 감염이 출현하였다[3,4]. 가장 염려스러운 부분은 지속적인 칸디다혈증과 높은 치명률이었다. 인도에서 C. auris는 집중치료실 칸디다혈증의 5% 이상을 차지하였고 병원내 칸디다혈증의 30%까지 차지하는 병원도 있었다[3,17]. 영국 런던의 한 심흉곽센터에서는 70명 이상에서 집단감염이 20개월 이상 지속되었으며 환경배양에서는 균이 환자 침상주변에서 지속적으로 검출되었고, 규칙적인 환자선별검사, 환경소독 및 병실 폐쇄를 포함한 적극적인 감염관리활동에도 불구하고 병원내 집단감염의 관리가 어려웠다[6]. 이러한 C. auris에 의한 병원내 전파, 집단감염 및 침습성 감염은 최근 10년 이내에 인도뿐 아니라, 유럽, 남아프리카, 쿠웨이트, 파키스탄, 케냐, 이스라엘, 미국 등 전세계 35개국 이상에서 보고되었다[3-10,12,14,29-32].

병원 내 전파 및 집단 감염을 일으킨 C. auris 균주들은 대부분 fluconazole 내성을 보이고, 일부 균주는 amphotericin B 또는 echinocandin계 항진균제에도 내성을 보여 치료를 위한 항진균제 선택에 어려움을 겪게 하였다[11,14,33-38]. 이에 2016년 미국 CDC는 C. auris에 대하여 발병 상황을 감시하고 병원내 집단 감염 및 전파에 주의할 것을 경고하였다. 미국 CDC에서 세계 각국에서 수집된 C. auris 균주를 대상으로 전장유전체 분석(whole genome sequencing)을 시행한 결과, 균주의 유전자형은 clade I-IV로 크게 4가지로 구분되었고, clade I, clade III, clade IV형은 각각 남아시아, 아프리카, 남아메리카와 지리적으로 연관되어 있었고, 국내 및 일본에서 분리된 균주는 clade II로 구분되었다[11]. 최근 이란에서 환자의 귀검체에서 분리된 C. auris 균주 1주가 clade V로 분류될 가능성이 제시되었으나, 이 clade 균주의 특성에 대한 연구는 더 필요한 상황이다[39].

최근 국내 다기관에서 수집된 균주를 대상으로 한 연구에서는 1996년 이래 국내병원에서 분리되고 있는 C. auris 균주는 서로 유전학적으로 유사하였고(clade II), 외국분리 균주와는 큰 차이를 보였다. 즉, 모두 동일한 multilocus sequence typing (MLST) 유형(clade II)이었고, pulsed-field gel electrophoresis (PFGE) 분석에서 혈액과 귀에서 분리된 균주는 같거나 유사한 유형이었다. 국내 균주는 주로 귀에서 분리되었는데, 대개는 질병유발 없이 집락화 된 균주가 많았으며, 혈류감염의 경우는 기저질환이 심각한 환자에서 치명적일 수 있으나 산발적으로 발생하였다. Fluconazole에는 60% 이상 내성을 보이나 내성 균주 중 ERG11 표적 유전자변이를 보이는 경우는 7.9% (3/38)로 드물었고, amphotericin B 내성 균주, echinocandin 내성 균주, 다제내성 균주는 관찰되지 않음이 외국 균주와 차이점이었다[26].

2014년에서 2017년 사이의 4년 동안 1개 대학병원에서 귀에서 분리되는 효모 균주의 균종과 항진균제 감수성 및 임상 특성을 조사한 결과, Candida parapsilosis complex와 C. auris가 귀에서 분리되는 효모균종의 대부분을 차지하였고, 귀에서 분리되는 효모 균주는 상대적으로 fluconazole의 minimal inhibitory concentration (MIC)가 높았으며, 특히, C. auris는 대부분 fluconazole에 내성을 보였다[40].

또 다른 국내 단일기관 연구에서는 2016년부터 2018년까지 임상검체에서 분리된 전체 칸디다 균주 중 C. auris는 111주로 0.9%를 차지하였으며, 이 중 107주가 귀에서 분리되어 귀 분리 칸디다의 약 6%를 차지하였다. 79명의 환자의 검체에서 C. auris가 분리되었고, 이 중 전부 귀 분비물 검체에서 분리되었으며, 1명의 환자의 경우 귀 분비물 검체와 신장이식 수술부위의 배액 검체에서 검출되었다. 침습성 감염은 5명(6%)이 의심되어 드물었고, 클론성 전파인지는 알 수 없었다. 또한 환자의 귀에서 C. auris 집락화가 11개월 이상 검출되어 신체에서 오랜 기간 집락화가 지속될 수 있음을 시사하였다. 이비인후과 외래에서 시행한 환경 배양에서는 C. auris가 발견되지 않았으나 대부분의 검체가 이비인후과 외래에서 시행한 귀 검체에서 C. auris가 동정된 점을 미루어 보아, C. auris가 의료환경에서 생존하여 전파될 가능성을 배재할 수 없었다[27]. 2018년에는 clade I (남아시아, 인도/파키스탄)에 속하는 C. auris 균주가 1명 환자의 혈액에서 분리되어 해외 non-clade II 균주의 국내 유입 가능성을 보여주었다[41]. 따라서 현재 국내 병원내 C. auris에 의한 집단감염과 환자간 전파 위험도는 낮다고 생각되나, 추후 외국 균주 유입 등의 가능성을 고려하여 혈액분리 C. auris 균주에 대한 지속적인 감시가 필요하다.

검사실에서 통상적인 생화학적 미생물 동정 장비를 사용하여 C. auris를 동정할 경우 장비에 따라 Candida haemulonii, Candida duobushaemulonii, Candida lusitaniae, Candida famata, Candida sake 등 다른 드문 진균으로 잘못 동정될 수 있다[42]. 이러한 동정이 어려운 특성은, 병원내 전파 및 집단 감염을 예방할 수 있는 감염 관리 조치와 적절한 치료를 신속하게 시행하지 못하게 하는 요인이 될 수 있기에 검사실의 C. auris를 신속하고 정확하게 동정하는 능력이 중요하다. 최근 matrix-assisted laser desorption ionization-time of flight mass spectrometry (MALDI-TOF MS)를 이용하여 C. auris를 동정한 여러 연구에서 MALDI-TOF MS가 C. auris를 C. auris와 유사한 다른 칸디다 종과 구분하여 신속하고 비교적 정확하게 동정할 수 있음을 보여주었다(Table 1). 상용화된 MALDI-TOF MS 장비 중 국내에서 사용중인 Biotyper MS (Bruker Daltonics, Billerica, MA, USA)의 경우 데이터베이스/자료집 또는 검사 방식에 따라 동정률의 차이가 있었고(75.4-100%), 불완전한 동정이 되거나(0-13.1%) 미동정 되는 경우가 있었다(0-16.4%) [26,41,43,44]. VITEK MS (bioMérieux, Durham, NC, USA)도 데이터베이스/자료집에 따라 동정률에 차이가 있었으나 전반적으로 높은 동정률을 보였고(93.4-96.7%), 불완전 동정이 되거나(0-6.6%), 미동정(0-3.3%) 되는 경우도 있었다[26]. ASTA MicroIDSys (ASTA, Suwon, Korea)의 경우에는 clade II와 clade II가 아닌 C. auris 균주를 구분할 수 있었으며, 100%의 동정률을 보였다[41]. 생화학적 방식을 사용하는 장비인 Vitek 2 (bioMérieux)의 v8.01에서는 C. auris의 동정이 가능하였으나, 상대적으로 낮은 동정률(52%)과 높은 부정확 동정률(21%)을 보였다[45].

Table 1 . Identification of C. auris using laboratory methods

Identification method	Instrument	Database/software	Specific method	No. of isolates	Correct ID	Incomplete ID	No ID	Incorrect ID	[Ref]
MALDI-TOF MS	Bruker Biotyper	Library v4.0	In-tube FA/ACN	73	100	0	0	0	[41]
			On-plate FA	73	83.6	0	16.4	0	[41]
		RUO library v3.3.1.0	In-tube FA/ACN	61	75.4	13.1	11.5	0	[26]
		CMdb alone	In-tube FA/ACN	33	100	0	0	0	[43]
		RUO	In-tube FA/ACN	33	39.4	NA	NA	NA	[43]
		EPdbs	In-tube FA/ACN	33	100	0	0	0	[43]
		MBT Compass Library, Revision E MBT 7854 MSP library	Plate agar (SDA)	50	94.0	6.0	0	0	[44]
			Positive blood culture	50	92.0	8.0	0	0	[44]
	ASTA	CoreDB v1.27.02*	On-plate FA	73	100	0	0	0	[41]
	VITEK MS	RUO library v4.14	On-plate FA	61	93.4	6.6	0	0	[26]
		IVD library v3.2	On-plate FA	61	96.7	0	3.3	0	[26]
Biochemical	Vitek 2	v8.01†		35	52.4	26.7	0	21.0‡	[45]

*MALDI-TOF MS system in this study (ASTA) can differentiate clade II C. auris isolates from non-clade II

^†The overall identification rate seems to differ according to C. auris genetic clade

^‡The majority (91%) of samples were reported as C. duobushaemulonii and the remaining 9% of samples were reported as C. lusitaniae/C. duobushaemulonii

Abbreviations: ID, identification; MALDI-TOF MS, matrix-assisted laser desorption/ionization-time of flight mass spectrometry; FA/ACN, formic acid plus acetonitrile; RUO, research use only; NA, not available; SDA, sabouraud dextrose agar; IVD, in vitro diagnostics

C. auris가 의심되나 정확한 동정이 되지 않거나 다른 드문 진균으로 동정 될 때는 동정 장비의 데이터베이스에 C. auris가 포함되어 있는지 확인하고, C. auris가 데이터베이스에 있다면 재검사를 시행하고, 없다면 C. auris를 동정 가능한 다른 미생물 동정 장비로 동정을 시도하거나 rDNA의 ITS (internal transcribed spacer) 또는 D1-D2 부위의 염기서열분석을 통해 정확한 동정을 시도 할 수 있다[1,26,32]. 국외 몇몇 연구에서는 상용화 된 real-time PCR, qPCR 키트를 평가하였을 때 민감도 85-100%, 특이도 96-100%를 보여 C. auris의 신속하고 정확한 동정이 가능함을 보여주어 C. auris의 동정 및 역학조사에 유용하게 사용할 수 있을 것으로 기대된다[46].

C. auris의 항진균제 내성 MIC에 대한 Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI) 판정기준은 정립되지 않았으나 미국 CDC에서 발표한 시험적인 MIC 내성 기준 (tentative MIC breakpoint)을 참고 할 수 있다[47]. 국내외 C. auris에 대한 항진균제 내성 현황을 Table 2에 정리하였다. 국내 균주와 일본의 균주를 포함한 clade II와 그 외 clade는 항진균제에 대한 내성에 있어 차이를 보였다. 일본을 제외한 대부분의 해외 균주에서는 fluconazole 내성율이 87-100%로 대부분의 C. auris 균주가 내성을 보였고[11,14,31,33-37,48,49], voriconazole 내성은 29-54%에서[11,31,33], 보고에 따라 73-98%까지 높게 나타났다[33,37,48,49]. Amphotericin B에 대한 내성율은 8-35%로 보고되었으나[7,11,14,31,33,36,48-50], 미국의 한 집단 감염 보고에서는 58-61%의 높은 내성율을 보였다[37]. Echinocandin계 항진균제에 대한 내성은 0-8%였고[7,11,14,31,34-37,48-50], 두가지 이상 항진균제 계열에 내성을 보이는 다제내성 균주는 1-41%였다[7,11,31,35,38,49,50]. 일부 보고에서는 3가지 항진균제에 모두 내성을 보이는 범약제내성(pan-resistance) 균주도 보고되었다[51-53]. Clade II에 속하는 국내와 일본의 연구에서는 fluconazole 내성이 각각 62.3% 및 15.4% 이었고 국내 내성 균주 중 ERG11 표적 유전자변이를 보이는 경우는 7.9% (3/38)로 드물었다. Voriconazole 내성은 각각 9.8% 및 7.7%로 비교적 낮은 내성율을 보였다. 국내 및 일본에서 amphotericin B, echinocandin에 내성을 보이는 균주는 없었다[26,54].

Table 2 . Antifungal resistance of C. auris

Region	Year	No. of isolates	Sample (No. of isolates)	Method	Resistance for antifungal agents (%)*
					FLU	VRC	AMB	CAS	MFG	AFG	5FC	MDR	[Ref]
UK	2016	50	Blood, sputum, environmental and body swap†	SYO	100	NA	NA	0‡			0	NA	[6]
Pakistan, India, South Africa, Venezuela	2017	54	Blood (27), urine (10), soft tissue (5), wound (4), BAL (3), CVC tip (2), other sites (3)	CLSI BMD	92.6	53.7	35.2	3.7	3.7	3.7	5.6	41	[11]
India	2018	350	Blood (267), urine (28), tissue (25), sputum (12), skin swap (9), pus (6), other sites (3)	CLSI BMD	90.3	14.9	7.7	NA§	2.0	2.0	NA	25.1	[7]
US	2018	51	Blood (31), bile (3), urine (4), respiratory specimens (4), wounds (3), catheter tips (2), other sites (3)	Custom TREK frozen BMD panels (Etest for AMB, 5FC)	98.0	NA	29.4	0	0	0	NA	NA	[14]
US	2018	99	NA	CLSI BMD (Etest for AMB)	88.9	NA	33.3	6.1‡			NA	39.4	[36]
UK	2018	80	NA∥	SYO	100	97.5	17.7	NA	0	NA	0	NA	[48]
Kuwait	2018	56	Blood (13), urine (27), tracheal aspirate (21), catheter tip (5), sputum (6), vaginal swab (4), other sites (12)	Etest	100	73.2	23.2	1.8	1.8	NA	NA	19.6	[49]
Colombia	2018	93	NA	CLSI BMD (Etest for AMB)	30.1	NA	21.5	NA	NA	1.1	NA	1.1	[50]
Korea	2019	61	Blood (4), ear (57)	CLSI	62.3	9.8	0	0	0	NA	NA	0	[26]
Pakistan	2019	63	NA	SYO, Etest	100	28.6	7.9	0	0	0	NA	4.8	[31]
Japan	2019	13	Otorrhea (12), eustachian tube (1)	NA	15.4	7.7	0	0	0	NA	0	0	[54]
Kuwait	2020	314	Blood (58), urine (124), respiratory (98), other sites (34)¶	Etest	100	41.1	27.1	NA	1.7	NA	0	NA	[33]
Kuwait	2020	62	Blood (16)/colonization (46)	MICRONAUT-AM AST/Etest	93.8/ 87.0	93.8/ 23.8	0/0	NA§	0/4.3	0/4.3	NA	NA	[34]
South Africa	2020	85	Urine (22), blood (20), CVC tips (19), irrigation fluid (5), tissue (4), respiratory tract specimen (3), miscellaneous sites (12)	BMD panels containing alamar blue	96.5	7.1	0	NA§	8.2	1.2	0	8.2	[35]
US	2020	277/ 116**	Blood (140), Urine (64), wound (37), lung (23), Bile (4), corneal, eye (2), ear (1), bone (1), stool (1), unspecified (4)/NA	CLSI (Etest for AMB, 5FC)	99.6/ 100	80.9/ 82.8	61.4/ 57.8	0/2.6	0/3.4	0/2.6	0.7/5.1	NA	[37]
South Africa	2021	77	Blood (77)	CLSI	89.6	NA	29.9	2.6	2.6	0	NA	9.1	[38]

*Results of resistance were analyzed using the tentative MIC breakpoints for C. auris published by the CDC, but resistance for voriconazole, flucytosine were determined by using MIC breakpoints 2 µg/mL (except 1 µg/mL for [48,49] , 4 µg/mL for [31]), 128 µg/mL, respectively

^†Number of isolates from specimen is not specified

^‡Echinocandins, not specified

^§Caspofungin MICs were not interpreted because caspofungin is an unreliable indicator of echinocandin resistance

^∥Tested isolates for FLU, VRC, AMB, MFG, 5FC were 79, 78, 79, 77, 79, respectively

^¶Tested isolates for FLU, VRC, AMB, MFG, 5FC were 314, 260, 314, 169, 137, respectively

**First clinical isolates (277)/subsequent clinical isolates (116)

Abbreviations: FLU, fluconazole; VRC, voriconazole; AMB, amphotericin B; CAS, caspofungin; MFG, micafungin; AFG, anidulafungin; 5FC, flucytosine; MDR, multidrug resistance; SYO, Sensititre YeastOne; NA, not available; BAL, bronchoalveolar lavage; CVC, central venous catheter; CLSI, Clinical Laboratory Standard Institute; BMD, broth microdilution; AST, antifungal susceptibility test; MIC, minimum inhibitory concentration; CDC, Centers for Disease Control and Prevention

1. 임상특성

C. auris 혈류감염 환자는 다른 칸디다혈증 환자에 비해 더 긴 입원 기간 및 높은 중환자실 입원율을 보였다[21,32]. C. auris 혈류감염 환자 중 70% 이상이 2주 이상 중환자실 치료[16], 78%에서 2주이상[32], 47%에서 55일 이상 입원 치료를 받았다[34]. C. auris 감염 또는 혈류감염의 위험 인자로는 신장질환(OR 1.35-2.31) [30,55], 10-15일 이상 중환자실 입원(OR 1.76-5.11) [21,30,48], 기계환기사용(OR 2.43-3.17) [18,30], 중심정맥관(OR 4.61-13.48) [18,30], 총정맥영양법(OR 3.49-3.73) [18,55], 패혈증(OR 1.75-3.47) [21,55], 칸디다혈증 발생 30일내에 항진균제 사용력(OR 1.17-2.80) [17,55,56]으로 다른 칸디다 균종에 의한 칸디다혈증의 위험 인자와 유사하였다. 이 칸디다 균종에 의한 침습성 감염은 항진균제 치료를 받는 환자에서도 최대 30-40%의 사망률을 보였다[57,58]. 해외의 원내 유행이 발생한 기관들의 연구에 따르면 C. auris 칸디다혈증 환자의 30일 사망률과 전체 사망률은 각각 23-67%과 29-62%로서 비교적 높았다[14-21]. C. auris 감염에 의한 사망률은 분석이 쉽지 않지만, 제한적으로 27-31%로 보고되기도 하였다[17,20].

2. C. auris의 감염 예방 및 관리

C. auris는 환자와 병원 환경에서 오랜 기간동안 생존하며, 접촉을 통해 교차 감염을 쉽게 일으켜 병원내 집단 감염을 유발한다[6,13,14-16,19,36,37,48]. 따라서 C. auris가 배양되면 원내 전파를 예방하기 위해 즉각적인 감염 관리 중재가 필요하다. C. auris의 감염관리에 대한 가이드라인들과 연구들을 참고하여 C. auris에 대한 감염 예방 및 관리 중재 방안에 대해 Table 3에 정리하였다.

Table 3 . Infection prevention and control measure for C. auris infection

Infection prevention and control measures		Recommendation	[Ref]
Patients control	Single room	Isolate patients in a single room	[22-25,59]
		Priority assignment of single rooms to patients at high risk of pathogen transmission	[22]
		Ideally with negative pressure, and preferably with an ante-room and en-suite bathroom/toilet	[24,25,59]
	Shared room	Isolate Patients with the C. auris in the same room when single rooms are not available	[22-25,59]
		Recommended practices to reduce transmission in shared rooms;Maintain at least 3 feet distance between roommatesUse privacy curtainsClean and disinfect any shared reusable equipment and environmental surfacesChange PPE and perform hand hygiene when moving between patients	[22]
	Cohorting	Consider cohorting patients with C. auris together in one unit if multiple cases have occurred	[22-24,59]
		Consider cohorting healthcare personnel (e.g., dedicated nursing staff)	[22,23]
	Patients movement	If a patient needs to be taken out of the isolation room (e.g., for imaging, dialysis, rehabilitation);Scheduled them last on the list for the dayClean and disinfect the environment after they have been used	[22,24,25,59]
Transmission-based precaution	Hand hygiene	Follow standard hand hygiene practices;Adherence to the five moments of hand hygieneUse a 70% alcohol-based hand sanitizerWash with soap and water If hands are visibly soiled	[22-25,59]
		Increase hand hygiene audits; Re-educate healthcare personnel on hand hygiene, if audits demonstrate low adherence to recommended hand hygiene practices	[22-24]
	Contact precautions	Consider using single-patient items (e.g., blood pressure cuffs, pillows) Clean and disinfect shared equipment	[22,24,25,59]
		Use PPE when in contact with patients	[22,24,59]
		Continue setting appropriate TBP for the entire duration of the patient’s stay in the facility	[22,59]
Prevention of invasive infections	Appropriate care of invasive medical devices	Strict adherence to central and peripheral catheter care bundles, urinary catheter care bundle and care of the tracheostomy site Continuously assess the need for invasive devices	[22,24]
Environmental disinfection and cleaning	Cleaning and disinfection	Perform thorough daily and terminal cleaning and disinfection of patients’ rooms;High-touch surfaces (bedside tables and bedrails)General environmental surfaces (e.g., floor, walls, windowsills)Mobile equipment that is shared between patients	[22-25,59]
	Disinfectant	CDC recommends use of an EPA–registered hospital-grade disinfectant effective against C. auris; List P	[22,61]
		Use of an EPA-registered hospital-grade disinfectant effective against Clostridium difficile spores (List K) is possible	[22,62]
		Follow all manufacturers’ directions for use of surface disinfectants and applying the product for the correct contact time	[22-25,61]

Abbreviations: PPE, personal protective equipment; CDC, Centers for Disease Control and Prevention; EPA, Environmental Protection Agency

C. auris 감염 또는 집락화 환자가 발생한 경우에는 환자를 격리해야 한다[22-25,59]. 병원 내 1인실이 부족한 경우에는 전파 위험이 높은 환자를 우선적으로 1인실에 격리하거나, 다인실에 C. auris 환자들을 같이 격리할 수 있다. 병원 내 C. auris가 집단 발생한 경우 전담 의료진을 포함한 코호트 격리를 고려해야 한다[22-25,59]. 환자를 영상 촬영, 재활치료, 투석 등의 이유로 병실 밖으로 이동해야 할 때는, 가능한 가장 마지막 일정으로 잡아 다른 비감염 환자들과 접촉을 줄이고, 이용 후에는 환자가 접촉한 의료기기를 포함한 환경을 소독 및 청소해야 한다[22,24,25,59].

모든 가이드라인에서 접촉주의, 표준주의를 포함한 기본적인 감염 관리 중재 방안과 손 위생 지침을 준수하는 것이 강조되었다[22-25,59]. C. auris의 집단 감염이 발생한 병원에서 의료인을 대상으로 시행한 감시배양검사에서 드물게 의료인의 손에서 C. auris가 검출되어 의료진에 의한 원내 전파를 완전히 배제할 수 없었다[6,19,60]. 따라서 손위생이 철저하게 시행되어야 하고 손 위생 수행도가 감시되어야 한다.

환자에게 사용되는 의료 물품, 의료 기기는 가능한 일회용 또는 환자 전용 기구를 사용할 것이 권고되었다. 의료기기를 여러 환자에게 공유해서 사용해야 하는 경우에는 사용 후 반드시 적절한 소독제로 소독한다[22,24,25,59]. 의료진이 환자를 접촉해야 하는 경우 장갑, 일회용 가운을 착용하고 비말이 발생할 위험이 있는 경우에는 마스크, 안면보호대를 착용하는 등 적절한 개인보호장비를 착용해야 한다[22,24,59]. C. auris는 환자 또는 병원 환경에서 장기간 지속 될 수 있으므로 배양 검사 결과에 상관없이 환자가 퇴원할 때 까지 위와 같은 감염 관리 중재를 지속해야 한다[22,59]. C. auris 감염 또는 집락화 환자에서 중심정맥관, 유지 도뇨관, 기관절개관, 열린상처 등을 통해 침습성 감염이 발생할 수 있으므로 환자 접촉 전후로 철저한 손 위생, 무균적 시술을 포함한 일반적인 묶음 정책(bundle intervention)을 통해 관리하고, 카테터의 경우 매일 지속적인 적절성 평가를 통해 최대한 빠른 제거를 고려해야 한다[22,24,25].

원내에 C. auris 환자 발생시 병실의 환경 소독 및 청소를 매일 시행하면서 동시에 횟수를 평소보다 늘리고, 환자가 퇴원 후에도 시행(terminal cleaning)해야 한다. 환경 소독은 침대 난간이나 테이블 같이 환자의 손이 닿을 수 있는 환자 주변 환경을 포함한 전반적인 병실 공간을 모두 포함해야 한다. 또한 환자, 의료진이 접촉하였을 모든 의료기기를 소독한다[22-25,59]. 환자가 퇴원 후에는 침상 커튼을 교체하고 소독이 어려운 저렴한 물품은 버리는 등 세심한 주의가 필요하다[24]. 소독제를 사용할 때는 제품 제조사의 권고 사항을 확인하여 권장되는 사용 방법, 접촉 시간을 준수하는 것이 중요하다[22-25]. C. auris 소독에 사용할 소독제에 대하여 미국 CDC에서는 Environmental Protection Agency (EPA)의 List P에 등록된 C. auris 소독에 효과적인 제품을 사용할 것을 권장하였다[22,61]. List P에 등록된 제품의 세부 사항은 EPA 웹사이트를 통해 확인 가능하며, 대부분 소독 부위에 뿌리고 닦는 방법을 사용하고 접촉 시간은 1-5분 이내이다[61]. List P에 등록된 제품을 사용하지 못할 경우 이전 권고 사항이던 Clostridium difficile 아포 소독에 효과적인 제품목록인 List K에 등록된 제품을 사용하는 것도 가능하다[22,62]. UV 살균기, 과산화수소 증기 같은 비접촉 소독 방식도 C. auris를 제거하는데 효과를 보였으나 일부 제한된 방식에서만 유효하였다[63,64].

3. C. auris 선별검사

국외에서 발표된 C. auris의 감염관리의 가이드라인과 C. auris의 감염관리에 대한 연구들을 바탕으로 C. auris 집락화 선별검사의 과정을 Fig. 1에 정리하였다[22-25,59]. C. auris 감염 환자가 발생하면 최대한 빨리 접촉자를 포함한 선별검사의 대상을 선정하고, 가능하다면 선별검사 대상자는 선별검사 결과가 나오기 전까지 격리하여 추가적인 전파를 예방하여야 한다[24,25]. 선별검사를 시행할 때 검사자는 적절한 개인보호장비를 착용하고, 검사 부위는 가장 자주 집락화가 검출되는 양쪽 겨드랑이와 사타구니를 포함하여 비강, 구강, 귀, 소변, 상처, 카테터 등을 검사할 수 있다[6,14,22-25,59]. 국내에서는 대부분의 균주가 귀 검체에서 검출된 것을 고려하여 귀 검체를 반드시 포함하는 방안을 고려할 수도 있다[26,27].

Figure 1. Flowchart of screening test of C. auris colonization in healthcare facility.

선별검사 결과 양성일 경우에는 격리를 포함한 C. auris 감염 환자와 같은 감염 관리 기준을 적용한다[22,24]. 선별검사 결과 음성일 경우에는 최소 하루 간격을 둔 총 3회의 연속 검사에서 음성일 경우에만 최종적으로 음성으로 판단하여, 격리를 해제할 수 있다[24,25,59]. 그러나 3회 연속 검사에서 음성인 경우에도 이후에 집락화 양성이 발견된 경우도 있으므로 퇴원할 때까지 일주일 간격으로 집락화 검사를 시행하는 방안도 고려할 수 있다[6,59]. C. auris는 수개월 이상 집락화를 이룰 수 있기 때문에 양성 환자를 재검사 하였을 때 음성이 나와도 집락화가 사라진 것이라 단정 할 수 없고, 이후에 다시 양성이 나올 수 있다. 따라서 C. auris 집락화에 대한 일상적인 재평가는 권고되지 않지만 환자의 임상적 상황을 고려하여 집락화에 대한 재평가를 시행할 수 있다. 집락화에 대한 재평가를 시행할 때에는 이전 양성이 확인되었던 부위를 포함하여 검사를 시행해야 한다[22].

4. 검사실 및 시스템적 중재 방안

검사실 및 시스템적 중재 방안에 대해 Table 4에 정리하였다. C. auris는 통상적인 검사실 동정 방법으로는 확인되지 않았을 수 있기에 병원 내에서 C. auris가 검출 되었을 때에는 이전에 확인되지 않은 C. auris의 감염 또는 전파가 있었는지를 확인할 필요가 있다. 이를 위해 새로운 C. auris 감염을 발견한 시점의 한달 전부터 병원내 칸디다 균종의 분리 배양이 증가했는지, C. auris가 잘못 동정될 수 있는 드문 칸디다 균종이 동정된 적이 있는지 확인하고, 이후 C. auris 감염 환자와 같은 병동에서 의뢰된 모든 배양 검체에서 검출된 칸디다 균종을 종 수준까지 동정하여 C. auris의 원내 전파를 감시해야 한다[22-24]. C. auris는 BSL2 수준의 검사실에서 검사할 것이 권장되며, 검사는 생물안전작업대 내에서 진행해야 한다. 또한 검사자는 적절한 개인보호장비를 착용하고, 검사 후에는 사용한 생물안전작업대를 포함한 기구를 C. auris에 유효한 소독제로 소독하고, 손소독을 시행해야 한다[22].

Table 4 . Laboratory and systemic considerations for infection prevention and control of C. auris

Infection prevention and control measures		Recommendation	[Ref]
Laboratory consideration	Retrospective investigation	Check whether there was an increase in Candida species in the same unit for 4 weeks before diagnosis of C. auris	[22]
	Prospective surveillance	Speciate all Candida isolates from the same unit to the species level for the subsequent four weeks	[22-24]
	Safety concern	Use personal protective equipment, at least lab coat and gloves Use a biological safety cabinet (in at least BSL-2) Decontaminate the biological safety cabinet with 10% bleach (or another product on List P) and perform hand hygiene after work with C. auris	[22]
	Use reliable identification method	Notify laboratory/microbiologist that C. auris is being investigated; in order that correct methods can be applied to diagnostic samples	[25]
Systemic considerations	Communication within facility	Prompt notification of C. auris to the clinician, laboratory, and infection control teams	[23,25]
	Education/training/monitoring	Educate all healthcare workers, including cleaning staff, patients, and visitors about C. auris and appropriate infection prevention and control precautions	[22-25]
		Monitor adherence to infection control practices including hand hygiene Cleaning and disinfecting should be monitored and audited	[22,25]
	Electronic flagging system	Label C. auris patients with an infection control flag on electronic system;clinicians are immediately alerted when the patient is readmitted	[22,24,59]
	Antimicrobial stewardship	An environment with a high level of broad-spectrum antibacterial and antifungal use will favor the emergence of multidrug-resistant yeasts Mitigate the risks of C. auris acquisition and transmission Essential component of strategies to reduce antimicrobial resistance in general The need for antifungal prophylaxis should be reviewed	[22,23,25]
	Communication to other facilities	Inform the receiving health care facility of the patient's C. auris infection status Consider the ability of the accepting facility to provide care for patient	[22,23,59]
	National guidelines	Consider prepare national guidelines for laboratory testing and infection control measures for C. auris Designate national mycology reference laboratory Consider updating list of surveillance systems for healthcare-associated infections to include C. auris	[23]

Abbreviation: BSL, biosafety level

병원내 C. auris 감염이 발생하면 즉시 의료진 및 감염관리실에 C. auris 감염이 발생하였음을 알려 신속한 감염 관리 중재가 이뤄지도록 하고, 검사실에서는 이후 검출되는 칸디다 균주에 대해 적절한 동정 방법을 시행하여 C. auris 발생을 감시하도록 한다[22,25]. C. auris 감염이 발생한 상황에서는 의료진, 청소와 소독을 하는 직원을 포함한 모든 직원 뿐만 아니라 환자와 방문객에게도 C. auris에 대한 손위생을 포함한 감염관리 방안에 대해 교육하고, 손 위생 시행, 소독 및 청소 절차가 감염관리 지침에 맞게 올바르게 시행되는지 감시하고 시행이 미비할 경우 재교육해야 한다[22-25].

C. auris 감염 또는 집락화가 확인된 환자에서는 적절한 치료 이후에도 C. auris의 집락화가 장기간 지속될 수 있다[6,13,27]. 따라서 병원 시스템에 C. auris 감염 또는 집락화 검사 양성인 환자를 등록하여, 환자가 병원에 재방문 시 임상의가 이를 즉시 확인할 수 있도록 한다[22,24,59]. 다제내성 미생물은 항생제 사용이 많은 환경에서 주로 출현하고, C. auris 감염 또는 집락화 환자 중 다수가 C. auris 배양 양성 수주전동안 광범위 항생제 치료를 받았기 때문에 항생제 스튜어드십 프로그램(Antibiotic stewardship program)을 통해 항생제, 항진균제 사용의 적절성을 평가하고 광범위 항생제의 사용을 줄이는 것이 C. auris의 감염 및 전파 위험을 낮추는 데 도움이 될 수 있다[22,23,25].

C. auris 감염 환자를 타병원으로 전원시 환자의 C. auris 감염 상태에 관한 정보를 같이 전달하여, 전원 된 병원에서 적절한 감염 관리 중재가 이뤄 질 수 있도록 한다. 또한 전원 할 병원을 결정할 때 C. auris 감염 환자에 대한 적절한 감염관리, 치료가 가능한 병원인지를 가장 우선적으로 고려하여 결정한다[22,23,59].

국가적으로는 C. auris에 대한 검사실적 검사법 및 감염관리조치에 대한 국가 지침을 마련하고, 국내 모든 검사실이 C. auris의 동정 및 항진균제 감수성 검사를 시행할 수 있는 여건이 되지는 않으므로, 진균 표준 검사실을 지정하여 C. auris에 대한 동정 및 광범위한 항진균제에 대한 감수성검사 및 역학조사를 실시할 수 있도록 한다. 또한 의료 관련 감염에 대한 감시 시스템에서 보고 가능한 의료 관련 감염과 관련된 병원체 목록에 C. auris를 포함하여 C. auris 환자 발생시 공중 보건 당국에 신고하고 역학 데이터를 수집하는 방안을 통해 보다 정확한 감염관리 조치가 가능해질 수 있다[23].

1. C. auris 집락화의 치료

병원내 집단 발병 시 집락화 환자에게 탈집락화를 위해 매일 chlorhexidine을 이용한 피부 및 구강 세척을 시행하였음에도 C. auris의 집락화가 지속되었고, 현재 탈집락화 요법과 그 효과에 대한 증거가 충분하지 않다[6]. 따라서 감염의 증거가 없을 경우, 비침습성 부위(호흡기, 소변, 피부 집락화)에서 확인된 C. auris의 탈집락화를 위한 치료는 일반적으로 권고되지 않는다[22-25]. 그러나 다른 칸디다 균주와 마찬가지로 C. auris 집락화 환자의 ~18%에서 집락화에 의한 침습성 감염이 발생한 것을 고려하면 집락화 환자에 대한 침습성 감염 예방을 위한 조치가 필요하다[6,55]. 이러한 조치에는 중심정맥관, 유지 도뇨관 같은 침습적 의료기기의 묶음 정책을 통한 철저한 관리 및 최대한 빠른 제거, 상처 및 수술부위의 무균적 소독, 항생제 스튜어드십 프로그램을 통한 광범위 항생제 사용 최소화 등의 조치를 포함한다[22,24,25].

2. C. auris 감염 환자의 치료

C. auris는 다양한 항진균제에 내성을 보이므로 치료 전 항진균제 감수성 검사를 시행하고, 감염병 전문의와 상의해야 한다. 항진균제 내성이 빠르게 발생하는 것으로 보이기에, 추적 배양 및 반복적인 감수성 검사를 통한 모니터링이 필요하다[22,24].

칸디다 감염 치료에 가장 흔히 사용되는 fluconazole에 대해 C. auris의 4개의 clade는 모두 높은 내성율을 보이므로, fluconazole의 사용은 권장되지 않는다. 아직까지는 echinocandin 내성율이 높지 않으므로 1차 약제로 echinocandin 계열의 항진균제 사용이 권장된다[22,24]. 그러나 환자가 임상적으로 echinocandin 치료에 반응하지 않거나 5일 이상 칸디다혈증이 지속되는 경우 liposomal amphotericin B 투여를 고려한다. 2개월 미만의 영아 또는 신생아의 경우 1차 약제로 amphotericin B deoxycholate가 권장된다. 이에 반응이 없으면 liposomal amphotericin B 사용을 고려할 수 있고 중추신경계 침범이 확실히 배제된 상황과 같은 예외적인 상황에서는 echinocandin 사용을 고려할 수 있다[22].

Echinocandin 내성 또는 범약제내성을 보이는 균주가 증가하는 추세로 항진균제 선택에 어려움을 겪게 하는 주요한 요인이 되고 있다[22,51]. 이러한 균종들에 대한 항진균제 감수성을 시험하였을 때, 범약제내성을 보이는 C. auris 균주가 ibrexafungerp (새로 개발되고 있는 글루칸 합성 억제제)에 감수성을 보였고[52], 두가지 항진균제 계열의 병합용법을 사용하였을 때, 체외에서 C. auris를 효과적으로 억제하였고, 특히 amphotericin B와 azole계열 또는 echinocandin과 flucytosine의 조합이 가장 효과적으로 나타나 다제내성을 보이는 C. auris의 치료에 항진균제 병합요법이 유효할 수 있음을 시사하였다[53].

C. auris는 세계 여러 나라에서 다제내성과 병원내 집단 발병으로 큰 문제로 부상되고 있는 반면, 국내병원에서는 매우 드물게 산발적으로 혈액에서 분리되고 대부분 귀 검체에서 질환과 연관없이 분리되고 있다. 국내에서 집단 감염 발병이 보고되지 않는 이유가 국내 병원들의 철저한 감염관리 때문인지 국내 균주의 유전형이 clade II에 속하기 때문인지는 확실치 않으나, 추후 외국 균주 유입 등의 가능성을 고려하여 C. auris 균주에 대한 지속적인 감시가 필요하다. 국외의 C. auris 균주가 유입되거나 국내 균주에 의한 병원 내 집단 감염 가능성을 대비하여 혈액 배양에서 분리된 C. auris 혹은 C. auris 의심 균주에 대한 감시 시스템을 구축하고, 균주의 정확한 동정, 항균제 감수성 시험, 혈액분리 균주에 대한 유전자형 분석 등의 검사 지침을 만들어야 한다. 또한 C. auris 감염 환자가 발생 시 환자의 격리 등의 병원내 감염관리 시스템의 구축이 필요하다.

본 연구는 질병관리청 연구용역사업 연구비를 지원받아 수행되었습니다(#2020E540600). Kor-GLASS의 모든 참여 교수님들과 관계부처 공무원들의 노고에 감사드립니다.